2017,
Vol. 41
2. 长安大学地球科学与资源学院, 陕西西安 710054
2. College of Earth Science and Resources, Chang'an University, Xi'an 710054, China
微生物强化采油(MERO)是利用微生物及其代谢产物增产原油的一项综合性采油技术[1-2], 通过菌体降解与菌体封堵, 生物表面活性物质、生物聚合物、有机酸及气体等代谢产物, 改变原油流度、岩石表面润湿性及毛细管阻力效应提高原油采收率[3-5]。位于陕甘宁盆地的延长油田还鲜见微生物增油研究[6]。延长油田长2段平均孔隙度13%~14%, 平均渗透率(10~13)×10-3μm2, 具有较强的非均质性, 属低渗低产油田[7-8]。延长油田主要采油区总采收率约为10%~15%, 处于较低水平[9]。笔者以延长油田长2段井油及原油污染土壤为分离源, 对分离筛选到的增油细菌进行分类鉴定, 通过对原油降解、发酵液表面活性及室内模拟驱油试验评价其增油潜力。
1 材料与方法 1.1 材料分离源样品:采自陕北延长油田长2段井油和油井旁油污土壤。
原油滤纸:滤纸剪至培养皿大小, 蘸满原油后, 121 ℃灭菌30 min。
分离培养基:牛肉膏3.0 g, 蛋白胨10.0 g, NaCl 5.0 g, 琼脂粉10.0 g, 水1 000 mL, 121 ℃灭菌30 min。倒皿, 待培养基凝固后将灭菌原油滤纸紧贴在培养基表面。
菌种纯化及保藏培养基:牛肉膏蛋白胨琼脂培养基[10]。
初筛培养基:KNO35.0 g, MgSO4·7H2O 0.5 g, KH2PO4 1.0 g, 水1 000 mL, pH值中性, 琼脂粉10.0 g, 原油20.0 g, 121 ℃灭菌30 min, 充分摇匀后倒皿。
复筛培养基:(NH4)2SO4 1.0g, NaNO32.0 g, MgSO4·7H2O 0.5 g, KH2PO4 2.0 g, 水1 000 mL, pH值中性, 原油20.0 g, 121 ℃灭菌30 min。
液体发酵培养基:玉米浆(含水率70%)20.0 g, 葡萄糖10.0 g, MgSO4·7H2O 0.5 g, KH2PO4 1.0 g, 水1000 mL, 121 ℃灭菌30 min。
苯酚-硫酸显色剂:3.0 g苯酚和5.0 mL浓硫酸溶于95 mL乙醇。
气相色谱仪:型号为Trace GC Ultra, Thermo Finnigan公司生产。工作条件:色谱柱为DB-Wax, 30 m×0.25 mm×0.25 μm; 检测器为FID氢火焰离子检测器; 柱温40 ℃, 保留2 min, 程序升温, 以6 ℃/min的速率升温到240 ℃, 停留8 min; 进样口温度230 ℃, 分流进样, 分流比20:1, 进样量1 μL; 载气N2流速1.0 mL/min, H2流速35 mL/min, 空气流速350 mL/min。
1.2 试验方法 1.2.1 增油细菌分离纯化称10.0 g含原油污泥加入装90 mL无菌水(含30粒玻璃珠)的250 mL三角瓶中, 手摇振荡15 min, 即得1×10-1浓度菌悬液, 静置30 s, 吸取1 mL上部悬液加入到9 mL无菌水中, 连续稀释至1×10-3; 吸取0.05 mL菌悬液采用涂布法将3个浓度的菌悬液分别接入分离培养基表面的灭菌原油滤纸上。37 ℃, 培养7 d, 挑取直径较大且有透明斑的单菌落, 采用稀释平皿法纯化, 即获得能在原油污染土壤中生长的细菌; 取0.1 mL原油直接涂布在分离培养基表面的灭菌原油滤纸上, 后续步骤同原油污泥, 即获得能在原油中生长、具有驱油潜力的细菌。纯化菌株均保存于牛肉膏蛋白胨琼脂斜面。
1.2.2 菌株初筛与复筛将分离纯化后的菌株接入到初筛培养基中, 观察在初筛培养基上的生长状况; 选取生长较好的菌株接入复筛培养基中, 37 ℃, 120 r/min摇床培养10 d, 测定乳化液稳定时间、原油在瓶壁上的附着性、培养液水相表面活性及pH。其中乳化液稳定时间指将油水共存的发酵液充分摇匀后静置并开始计时, 记录至油、水清晰分层所需时间, 用该值表示原油的乳化程度; 原油在瓶壁上的附着性通过观察原油在瓶壁上的附着量及瓶壁的透明度确定; 水相表面活性采用排油圈法[6]测定。综合以上结果选取生长快、对原油乳化能力强、原油在瓶壁上附着少及培养液水相表面活性强的菌株进行后续试验。
1.2.3 菌株鉴定菌株形态特征及生理生化特性:根据《常见细菌系统鉴定手册》[11]和《伯杰细菌鉴定手册》[12]对筛选到的菌株进行菌落、细胞形态特征观察及生理生化特性测定。
16S rDNA序列分析:采用苯酚-氯仿抽提法提取细菌总DNA, 然后以基因组总DNA为模板, 选用细菌通用引物27F: 5′-AGAGTTTGATCCTGGCT-CAG-3′和1541R: 5′-AAGGAGGTGATCC AGCCG-CA-3′扩增其16S rDNA基因。PCR反应体系为10×Buffer 5 μL, dNTPs 4.0 μL, 正向引物与反向引物各2 μL, Taq酶(5 μL/L)0.5 μL, DNA模板1 μL, ddH2O补足至50 μL。PCR反应条件为:94 ℃预变性5 min; 94 ℃变性1 min, 56 ℃退火1 min, 72 ℃延伸2 min, 30个循环; 最后72 ℃继续延伸10 min。扩增产物用8 g/L的琼脂糖凝胶电泳检测后送南京金斯瑞公司测序。测序结果通过Blast程序在NCBI数据库中进行相似度搜索, 找出同源性较高的菌株序列, 采用Mega 4.0.2软件中的Neighbor-joining法构建系统发育树。
1.2.4 菌株对原油的降解原油中烃、胶质及沥青含量测定(氧化铝柱层析法[13])。
(1) 样品制备:接种环挑取3环菌体, 接种到装有200 mL复筛培养基的500 mL三角瓶中, 以不接菌的处理为对照CK, 37 ℃, 120 r/min振荡培养10 d, 静置至油水分层抽取上层原油即可。
(2) 测定方法:中性Al2O3、无水Na2SO4在120 ℃下活化2 h, 干燥备用; 脱脂棉用氯仿抽提至不发荧光后晾干备用。层析玻璃柱长30 cm, 内径1 cm, 采用匀浆填装法装柱:称取0.80 g脱脂棉塞入层析柱底部, 称取25.00 g干燥Al2O3, 加正己烷混匀后, 边振动边填入柱中, 在柱上端Al2O3表面覆盖1.00 g无水Na2SO4以防流动相冲坏柱床。层析柱垂直固定后, 下方置一接受瓶。称取2.000 g步骤(1)制备的经细菌降解处理的原油样品, 加入40 mL正己烷摇匀使其充分溶解, 以每次5 mL上柱, 上柱期间分3次用5 mL正己烷冲洗层析柱, 上柱结束后再用5 mL正己烷冲洗3次, 此段份即为烷烃; 待烷烃段不再有液体析出时更换接受瓶, 用60 mL正己烷/二氯甲烷(3/1, 体积比)混合液冲洗至基本无色, 此段份即为芳香烃; 待芳香烃段不再有液体析出时, 更换接受瓶, 40 mL无水乙醇冲洗至基本无色, 此段份为胶质; 剩余在层析柱内的组分在40 ℃烘干后称重, 则作为沥青质及未知组分。各组分70 ℃水浴蒸发至恒重, 称取残留量并计算出各组分的含量, 单位为g/100g。测定重复3次。
原油中部分可气化烃相对含量测定(气相色谱法)。
(1) 样品制备:接种环挑取3环菌体接种到含100 mL复筛培养基的500 mL三角瓶中, 以不接菌的处理为对照CK, 37 ℃, 120 r/min振荡培养10 d, 加入40 mL正己烷摇匀萃取, 抽取5 mL有机相备用。
(2) 测定:采用气相色谱法分析可在230 ℃气化的烃类。将相同保留时间出现的组分视作同一组分, 不同保留时间出现的组分视作不同组分; 将各组分的峰面积作为该组分的相对含量。根据式(1)计算对照与处理原油中某组分相对含量变化(P):
| $ P = \frac{{{S_{\rm{f}}} - {S_{{\rm{CK}}}}}}{{{S_{{\rm{CK}}}}}}. $ | (1) |
式中, Sf及SCK分别为发酵处理原油中某组分的峰面积及对照样品中相同组分的峰面积。
1.2.5 发酵液细菌数量及表面活性测定细菌生长曲线与表面活性曲线测定。参考程丽娟等[10]方法, 用比浊法测定供试细菌在牛肉膏蛋白胨液体培养基上的生长曲线; 用排油圈法测定供试细菌在该培养基上不同时间发酵液的表面活性, 用雷磁PHS-3D型pH计测定发酵液水相pH值。
表面活性测定。采用排油圈法。取一口径为20 cm的塑料盆, 加水近满, 静置后在水面中央逐滴加入5滴0#柴油, 柴油在水面扩散形成一层油膜, 在油膜中心滴入1滴发酵液, 油膜被挤向四周形成一排油圈, 直尺测定排油圈的直径D, 以不加发酵液处理为对照CK。重复3次。
含表面活性物质发酵液制备。将100 mL液体发酵培养基置于500 mL三角瓶中, 灭菌后接入供试菌株, 37 ℃、120 r/min培养4 d, 定性滤纸过滤除去残渣, 滤液于4 ℃保存, 用于模拟驱油试验及其表面活性测定与表面活性物质定性分析。
面活性物质提取以及定性分析[14]。取制备的含表面活性物质的发酵滤液100 mL, 8 000 r/min离心5 min除去菌体, 收集上清液, 用6 mol/L HCl调pH值至2, 出现絮状沉淀, 4 ℃静置过夜。4 000 r/min离心5 min, 倒掉上清液, 离心管底部沉淀即为生物表面活性物质粗制品。将其进行薄层层析[15](TLC), 展开剂为氯仿/甲醇/水(65/15/2, 体积比), 喷苯酚-硫酸显色剂, 110 ℃显色10 min, 若显棕色, 则为糖脂类生物表面活性物质。
1.2.6 发酵液模拟驱油装置如图 1所示, 模拟装置包括长L为200 mm、内径d为15 mm标有刻度的玻璃管, 收集瓶, 真空泵及负压瓶。玻璃管内填充不同粒径砂粒, 形成不同孔径的微孔砂芯柱, 以模拟低渗、高渗及非均质油层。
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图 1 驱油装置示意图 Fig.1 Schematic diagram of oil displacement model |
微孔砂芯柱准备。河砂用自来水反复冲洗至水清澈时烘干, 筛分得到粒径为0.15~0.25 mm细砂及0.25~1.00 mm粗砂; 向玻璃管中填充细砂、粗砂制备微孔砂芯柱, 分别模拟低渗、高渗油层。装柱时每次填砂厚度1 cm, 用玻璃棒夯实后继续填充, 直至砂芯柱高度达14 cm。用粗、细砂相间填充法制备微孔砂芯柱, 以模拟非均质油层; 粗、细砂填充厚度均为3.5 cm, 玻璃棒夯实方法同均质砂芯柱。填充完毕称重法测得填入的砂重ms; 用原油充填砂芯柱砂粒空隙至饱和后置于45 ℃老化24 h。微孔砂芯柱外加泡沫保温层, 以维持驱油过程在37 ℃恒温条件下进行。
用微孔砂芯柱模拟含油地层, 砂芯柱用原油饱和后进行水驱, 以水驱之后砂柱内保留的附着态原油代表难采出原油。以含表面活性物质的细菌发酵液为驱油剂, 通过真空泵使微孔砂芯柱下端负压瓶内形成负压, 使驱油剂与微孔砂芯柱砂粒表面的附着态原油作用, 随同驱油剂流入收集瓶。
驱油过程如下:①加热水驱用水、发酵液及微孔砂芯柱至37 ℃; ②水驱:在用原油饱和的砂芯柱上端加10 mL自来水, 柱下端接负压瓶内的收集瓶, 保持负压瓶与砂芯柱间密封, 启动真空泵形成0.03 MPa负压, 使水通过微孔砂柱时, 驱除砂芯柱砂粒间微孔中多余原油, 收集驱出的原油m1; ③发酵液驱:在水驱后的砂芯柱上端加10 mL制备的含表面活性物质的发酵液, 更换负压瓶中的收集瓶, 再次启动真空泵形成0.03 MPa负压, 使发酵液通过砂芯柱, 驱除砂芯柱砂粒表面附着原油, 收集驱出油m2。
驱出原油置冰箱4 ℃静置分层, 收集已成固态的原油称重, 分别计算砂芯柱附着原油量及驱油率。以上试验均重复3次。
| $ {m_{\rm{A}}} = \left( {\pi \frac{{{d^2}}}{4}h - \frac{{{m_s}}}{{{\rho _s}}}} \right){\rho _{\rm{o}}} - {m_1}, $ | (2) |
| $ {m_{\rm{R}}} = {m_{\rm{A}}} - {m_2}, $ | (3) |
| $ w = {m_2}/{m_{\rm{A}}}.{\rm{ }} $ | (4) |
式中, ms、m1及mA分别为测得的驱油管中砂质量、水驱时的产油质量及计算得到的附着油质量; ρo=0.80 g/mL和ρs=2.53 g/cm3, 分别为实际测定的原油密度和砂柱密度; d、h分别为玻璃管内径1.5 cm、砂柱高度14 cm; m2、mR分别为驱油处理产油量、计算得到的驱油处理后的残留油量; w为计算得到的驱油率。
2 结果分析 2.1 菌株鉴定从供试原油及井口油污土壤中共分离到17株细菌, 其中有3株细菌在分离筛选培养基上生长良好(图 2)。
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图 2 3株供试细菌在初筛培养基的菌落 Fig.2 Colony of bacteria tested in medium of first screening |
根据图 3中菌落形态、图 4中细胞形态特征、表 1中生理生化特性, 依据16S rDNA序列分析得到供试菌株的系统进化树图 5与表 2结果, 3株入选细菌X10、X19及X22分别为Dietzia cerrcidiphylli(D.cerrcidiphylli)、Micrococcus yunnanensis(Mic.yunnanensis)及Pseudomonas aeruginosa(P.aeruginosa), 3株菌与其对应参比菌株的同源性分别为99.93%、99.71%和99.93%。
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图 3 3株供试细菌的菌落形态 Fig.3 Colony morphology of bacteria strains tested |
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图 4 3株供试细菌的细胞形态 Fig.4 Cell morphology of bacteria strains tested |
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表 1 3株细菌形态特征及生理生化特征 Table 1 Morphological and physiological-biochemical characters of bacteria strains tested |
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图 5 根据16S rDNA基因序列构建的3株供试细菌的系统进化树 Fig.5 Phylogenetic tree showing relationships among reference strains and tested strains based on 16S rDNA |
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表 2 3株供试细菌的16S rDNA序列的Blast结果 Table 2 Blast result of tested bacteria strains' 16S rDNA |
从表 3中可见, 用3株细菌处理能大幅度降低原油中芳香烃、胶质、沥青及未知组分含量, 其中, 原油中的芳香烃含量较对照减少17.7%~32.1%(P＜0.05);胶质含量减少42.2%~84.4%, 但仅D.cercidiphylli与对照的差异达到显著水平(P＜0.05);沥青质及其他大分子组分含量降低30.5%~65.7%(P＜0.05)。同时使原油中的烷烃类物质含量增加2.3%~11.0%, 但仅Mic.yunnanensis与对照的差异达到显著水平(P＜0.05)。
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表 3 3株供试细菌处理原油中烃类、胶质及沥青含量 Table 3 Content of hydrocarbon, gums and bitumen in oil after degradation by tested bacteria |
从图 6、表 4可见, 与对照相比, 3株细菌处理对原油中在230 ℃可气化烃组分的相对含量有明显影响。从表 4可知, D.cerrcidiphylli和P.aeruginosa处理后23种可气化烃组分中分别有18种和13种组分的相对含量较对照减少, 减少幅度分别为0.4%~12.6%和1.8%~39.1%, 平均减少6.3%和17.7%;Mic.yunnanensis处理后原油中23种可气化烃较对照增加9.7%~52.0%, 平均增加35.1%。在测定条件下, 其中保留时间为19.788 min的烃组分在D.cercidiphylli处理中未检出, 在Mic.yunnanmensis及P.aeruginosa处理中较对照分别提高35.4%及8.1%;而Mic.yunnanmensis处理中检出的新增组分保留时间为23.413 min, 但该组分在本测定条件下在对照及其余细菌处理中均未检出。
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图 6 3株细菌处理原油组分气相色谱图 Fig.6 Gas chromatogram of oil after degradation by tested bacteria |
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表 4 3株供试细菌处理原油中23种可气化组分相对含量 Table 4 Relative content of vaporizable component in oil after degradation by tested bacteria |
由表 5及图 7可知, 供试细菌均能提高原油在油水共存体系中的乳化性。其中, Mic.yunnanmensis及P.aeruginosa处理的乳化层稳定时间较对照分别增加809.6%及1 179.5%;均能有效降低原油在瓶壁上的附着性。P.aeruginosa、D.cercidiphylli的排油圈直径分别达37、24 mm, 较对照分别提高270.0%、140.0%, 即P.aeruginosa合成的表面活性物质较多或活性较强; D.cercidiphylli次之, Mic.yunnanmensis与对照差异不大, 推测该菌不产表面活性物质。
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表 5 3株细菌的乳化性、表面活性及其处理原油的附着性 Table 5 Emulsification, surface activity and adhesive property for bacteria strains tested |
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图 7 供试细菌对原油附着性及乳化性影响 Fig.7 Effect of tested bacteria on adhesion of oil |
从表 5及图 7可知, 在供试3株细菌中, P.aeruginosa的排油圈直径最大, 乳化液稳定时间最长, 处理后原油在瓶壁附着最少。从图 8中可见, P.aeruginosa培养8 h开始进入对数生长期, 至24 h进入生长平衡期; 从发酵液排油圈直径变化曲线可知, 0~48 h内, P.aeruginosa繁殖与表面活性物质合成基本同步。从图 8还可见, 0~12 h, pH值上升较快, 达到8.48, 而排油圈直径增加缓慢, 变化在4.0~6.7 mm之间; 12~16 h pH值快速下降, 而排油圈直径由6.7 mm升高到27.1 mm; 16~48 h, pH值维持在7.77~7.92, 而排油圈直径则由27.1 mm缓慢增加到39.7 mm, 即发酵液pH值与表面活性无关。由TLC分析结果可知, P.aeruginosa产生的表面活性物质用苯酚-硫酸显色剂显色时呈棕色, Rf=0.81。结合已有文献[16-17]推知, P.aeruginosa产生的表面活性物质为糖脂类。
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图 8 P.aeruginosa生长曲线及发酵液表面活性、pH值变化曲线 Fig.8 Growth curve, surface activity and pH of P.aeruginosa in liquid fermentation |
从表 6可知, P.aeruginosa发酵液的驱油率为20.14%, 较水驱增加33.5%;驱油量较水驱提高35.1%。
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表 6 P.aeruginosa发酵液的驱油率 Table 6 Oil displacement efficiency of P.aeruginosa fermentation liquid |
从图 9、表 7中看出, 在模拟不同渗透性地层环境的驱油试验中, P.aeruginosa发酵液的驱油率存在差异:该菌发酵液在低渗、非均质模拟地层的驱油率分别为20.14%、20.62%, 显著高于高渗地层的16.35%(P＜0.05)。
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图 9 P.aeruginosa发酵液对不同模拟地层的驱油率 Fig.9 Oil displacement efficiency of P.aeruginosa fermentation liquid in different oil layer |
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表 7 P.aeruginosa发酵液对不同模拟地层的驱油率 Table 7 Oil displacement efficiency of P.aeruginosa fermentation liquid in different oil layer |
注:图中同一组内不同小写字母表示差异显著(P＜0.05)。
3 讨论经鉴定, 分离筛选获得的细菌Dietzia cerrcidiphylli由李杰[18]等从云南连香树根系表面最先分离并报道。该属由Rainey等[19]建立, 共有13个种。已发现该属某些菌种具有降解石油污染物[20-21]、反硝化[22]及产表面活性物质[23]的能力。Mic.yunnanensis被赵国真等[24]从云南酸枣根系表面分离并报道，已在海洋沉积物[25-26]及石油污染土壤[27]中发现该菌。但目前未见上述2株细菌的驱油研究报道。
上述2株细菌对胶质、沥青质有良好的降解作用, 有望用于提高稠油采收率研究。P.aeruginosa由Schroeter[28]发现, 关于该菌的研究主要集中于石油污染物降解[29-30]、表面活性物质性质[31-32]及培养基优化[33]。本文中研究了P.aeruginosa发酵液的表面活性、对原油胶质、沥青等成分的影响及其在不同模拟地层上的驱油效果, 为该菌在矿场上的驱油潜力评价提供了新的试验依据。
胶质的基本组成单元为多个芳香环系为核心的稠环结构。沥青质是胶质的缩合物, 其基本结构是以多个稠环结构为核心, 周围连接的若干芳香环和环烷环上都带有若干个长度不一的正构烷基侧链复合结构, 其中还含有各种含硫、氮、氧基团[34]。胶质相对分子质量较低, 沥青质具有较高相对分子质量。
3株细菌处理后, 原油中的胶质、沥青质及芳香烃含量大幅度下降, 表明供试细菌可分泌能打开稠环化合物中芳香环系、环烷环系等单体之间化学键的酶类, 可将沥青质降解为胶质, 然后逐级降解为芳香烃、烷烃及最终的CO2和水。郑承纲[35]和郭万奎等[36]的研究也得到类似结果。
在3株细菌处理后的原油中, 在230 ℃可气化烃与对照也存在明显差异。23种组分明显改变:D.cerrcidiphylli和P.aeruginosa处理后, 在23种可气化烃组分中分别有18种和13种组分的含量分别较对照分别减少0.4%~12.6%和1.8%~39.1%。可将这些减少的组分视为菌体生长代谢中已以碳源能源的形式被细胞利用; Mic.yunnanensis处理原油中23种可气化组分相对含量较对照增加9.7%~52.0%, 可将这些增加的组分视为原油中胶质、沥青质等大分子的降解产物。该菌处理原油中可气化组分增加的现象可能与其对沥青质等大分子的降解能力最强(较对照减少65.7%)有关。该菌处理后, 原油中烷烃增幅最大(较对照增加11.0%, P＜0.05), 形成的可气化组分含量较高。由此可知, 即使细菌生长繁殖中以碳源能源形式消耗了较多可气化烃类, 但残留的可气化烃类含量仍高于对照。
Mic.yunnanensis及P.aeruginosa作用后原油的附着性明显降低。其主要原因有二:一是细菌生长繁殖过程中产生的表面活性物质等代谢产物改变了瓶壁表面润湿性; 表面活性物质的乳化作用形成了O/W型乳化液。二者均可降低原油在瓶壁上的附着性。P.aeruginosa发酵液排油圈直径最大, 支持了该推论。二是细菌对原油化学成分的改变。如Mic.yunnanensis及P.aeruginosa处理后胶质含量较对照分别减少了42.2%及45.1%, 沥青质等组分含量较对照分别减少了65.7%及43.4%。重质组分含量大幅度减少, 增加了原油流动性并降低了其附着性。
Mic.yunnanensis及P.aeruginosa作用后原油的乳化性大幅度提高。乳化效果取决于油的组成、水及分散体系中表面活性物质性质。本研究中未发现Mic.yunnanensis产表面活性物质, 但该菌具有较强的乳化效果, 可能与其对原油较强的分解作用、原油组成发生较大改变有关。另外, 该菌处理后原油中23种可气化烃较对照平均增加35.0%, 胶质、沥青质分别减少42.2%、65.7%, 导致原油组成改变, 引起乳化性大幅度改善。D.cerrcidiphylli处理乳化性较差, 其主要原因与该菌仅产生少量表面活性物质有关, 其次, 也可能与原油中胶质大幅度减少(较对照减少84.4%)有关，因为原油中的胶质也有乳化作用[37]。P.aeruginosa合成的表面活性物质的排油圈直径最大, 其乳化作用最强。
P.aeruginosa在液体发酵中合成的表面活性物质为糖脂; 该菌在细菌培养基中的生长曲线和表面活性曲线吻合, 细胞生长繁殖与表面活性物质合成基本同步。
P.aeruginosa发酵液具有良好的驱油效果。在模拟的低渗地层处理中, 其驱油率较水驱提高33.5%;对低渗、非均质模拟地层的驱油率高于模拟的高渗地层。其原因在于本研究进行驱油试验时加入发酵液后直接启动真空泵形成负压, 发酵液通过微孔砂芯柱时将砂粒上附着的原油驱出, 发酵液与砂粒上附着的原油作用时间极短, 其中的表面活性物质等组分与原油无充足的作用时间, 导致驱油效果可能未达到最佳, 也导致低渗、非均质模拟地层驱油率高于高渗地层的反常现象出现。在低渗、非均质模拟地层试验中, 发酵液流速慢, 发酵液与原油接触时间较长, 其中的表面活性物质等成分与原油作用较充分; 在模拟高渗地层中, 砂粒间空隙度大, 发酵液流速快, 发酵液与原油接触时间短、表面活性物质与原油作用不充分。即上述反常现象出现的根本原因在于发酵液与原油的作用时间。如果用发酵液充满微孔砂芯柱空隙, 使其与砂粒表面的原油充分接触并在模拟油藏温度下作用较长时间, 推测驱油率将会更高。
筛选得到的3株细菌均能明显改变原油的理化性质, 具有较高的驱油潜力。其中P.aeruginosa产生的表面活性物质对原油的乳化及附着性影响大, 具有较强的实际增油潜力; Mic.yunnanensis对原油中胶质、沥青等成分的降解能力强, 在提高稠油采收率及石油污染物降解方面的应用价值可能更大。
4 结束语从陕北延长油田井油以及原油污染土壤中筛选出3株具有较好驱油潜力的细菌。结合形态与生理生化特征及16S rDNA序列分析对其进行鉴定, 3株细菌分别为D.cercidiphylli, Mic.yunnanmensis及P.aeruginosa。其中Mic.yunnanmensis对原油的乳化性、附着性及原油中胶质与沥青降解作用强; P.aeruginosa能产生糖脂类生物表面活性物质, 在模拟驱油试验中, 对低渗、非均质模拟地层的驱油率较高, 可用于延长低渗油田的微生物增油技术研究与应用
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